Электрофизиологические маркеры развитых стадий глаукомной оптической нейропатии

Цель — определить изменения электрофизиологических показателей, отражающих специфические нарушения функции ганглиозных клеток сетчатки (ГКС) на развитых стадиях глаукомной оптической нейропатии (ГОН).

Материал и методы. В исследовании приняли участие 35 пациентов (55 глаз) в возрасте 51–76 лет (63,1 ± 7,7 года) с первичной открытоугольной глаукомой (ПОУГ), предварительно разделенных на две подгруппы: с ПОУГ развитой (24 пациента, 27 глаз) и далеко зашедшей стадиями (24 пациента, 28 глаз). Сравнимая по возрасту контрольная группа (51–72 года, 59,8 ± 5,9 года) включала 28 относительно здоровых лиц (32 глаза). Регистрировали транзиентную и стационарную паттерн-электроретинограмму (ПЭРГ) и фотопический негативный ответ (ФНО) по стандартам ISCEV.

Результаты. Установлено снижение амплитуд волн N95 и Р50 транзиентной ПЭРГ и стационарной ПЭРГ, степень которого обратно зависела от углового размера стимула, что резко отличало развитые стадии ПОУГ от начальной ГОН. Развитые стадии характеризуются снижением амплитуды ФНО, рассчитанной от изолинии, и индекса ФНО/b. Угнетение этих показателей тем значительнее, чем больше сила вспышки. Установлено значительное по сравнению с возрастной нормой удлинение пиковой латентности N95 для паттернов всех угловых размеров и менее выраженное удлинение латентности волны Р50, значимое только для мелких стимулов (0,8° и 0,3°). Латентности стационарной ПЭРГ и ФНО практически не отличались от значений возрастной нормы.

Заключение. Выявленная редукция амплитуды волн N95 и Р50 транзиентной и стационарной ПЭРГ, ФНО и индекса ФНО/b, а также удлинение пиковой латентности волн N95 и P50 транзиентной ПЭРГ могут являться маркерами функциональных изменений в сетчатке, связанными с неадаптивной пластичностью или отражающими комбинацию процессов адаптивной пластичности и дегенерации ГКС. Дальнейшие исследования в этой области позволят дать более точную характеристику найденным закономерностям и применить полученные результаты в клинической практике.

1. Tham Y.C., Li X., Wong T.Y., et al. Global prevalence of glaucoma and projections of glaucoma burden through 2040: a systematic review and meta-analysis. Ophthalmology. 2014; 121 (11): 2081–90. doi: 10.1016/j.ophtha.2014.05.013

2. Нероев В.В., Зуева М.В., Журавлева А.Н., Цапенко И.В. Структурнофункциональные нарушения при глаукоме: перспективы доклинической диагностики. Часть 2. Электрофизиологические маркеры ранних нейропластических событий. Офтальмология. 2020; 17 (3s): 533–41. https://doi.org/10.18008/1816-5095-2020-3S-533-541

3. Кириллова М.О., Зуева М.В., Цапенко И.В., Журавлева А.Н. Электрофизиологические маркеры доклинической диагностики глаукомной оптической нейропатии. Российский офтальмологический журнал. 2021; 14 (1): 35–41. https://doi.org/10.21516/2072-0076-2021-14-1-35-41

4. Sommer A., Katz J., Quigley H.A., et al. Clinically detectable nerve fiber atrophy precedes the onset of glaucomatous field loss. Arch. Ophthalmol. 1991; 109 (1): 77–83. doi: 10.1001/archopht.1991.01080010079037

5. Hood D.C., Kardon R.H. A framework for comparing structural and functiona measures of glaucomatous damage. Prog. Retin. Eye Res. 2007; 26 (6): 688–710. https://doi.org/10.1016/j.preteyeres.2007.08.001

6. Mwanza J.C., Chang R.T., Budenz D.L., et al. Reproducibility of peripapillary retinal nerve fiber layer thickness and optic nerve head parameters measured with cirrus HDOCT in glaucomatous eyes. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2010; 51 (11): 5724–730. doi: 10.1167/iovs.10-5222

7. Zhang X., Dastiridou A., Francis B.A., et al. On behalf of the Advanced Imaging for Glaucoma Study Group. Comparison of glaucoma progression detection by optical coherence tomography and visual field. Am. J. Ophthalmol. 2017; 184: 63–74. doi:10.1016/j.ajo.2017.09.020

8. Gupta N., Yücel Y. Glaucoma as a neurodegenerative disease. Curr. Opin. Ophthalmol. 2007 Mar; 18 (2): 110–4. doi: 10.1097/ICU.0b013e3280895aea

9. Calkins D.J. Critical pathogenic events underlying progression of neurodegeneration in glaucoma. Prog. Retin. Eye Res. 2012; 31, 702–19. doi: 10.1016/j.preteyeres.2012.07.001

10. Зуева М.В. Динамика гибели ганглиозных клеток сетчатки при глаукоме и ее функциональные маркеры. Национальный журнал глаукома. 2016; 15 (1): 70–85.

11. Ly T., Gupta N., Weinreb R.N., Kaufman P.L., Yücel Y.H. Dendrite plasticity in the lateral geniculate nucleus in primate glaucoma. Vis. Res. 2011; 51 (2): 243–50. https://doi.org/10.1016/j.visres.2010.08.003

12. Shou T., Liu J., Wang W., Zhou Y., Zhao K. Differential dendritic shrinkage of alpha and beta retinal ganglion cells in cats with chronic glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2003; 44: 3005–10. https://doi.org/10.1167/iovs.02-0620

13. Porciatti V., Ventura L.M. Retinal ganglion cell functional plasticity and optic neuropathy: a comprehensive model. J. Neuroophthalmol 2012; 32 (4): 354–8. https://doi.org/10.1097/WNO.0b013e3182745600

14. Kalesnykas G., Oglesby E.N., Zack D.J., et al. Retinal ganglion cell morphology after optic nerve crush and experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2012; 53 (7): 3847–57. https://doi.org/10.1167/iovs.12-9712

15. Della Santina L., Inman D.M., Lupien C.B., Horner P.J., Wong R.O.L. Differential progression of structural and functional alterations indistinct retinal ganglion cell types in a mouse model of glaucoma. J. Neurosci. 2013; 33: 17444–57. doi: 10.1523/JNEUROSCI.5461-12.2013

16. Park H.Y., Kim J.H., Park C.K. Alterations of the synapse of the inner retinal layers after chronic intraocular pressure elevation in glaucoma animal model. Mol. Brain. 2014; 7: 53. https://doi.org/10.1186/s13041-014-0053-2

17. El-Danaf R.N., Huberman A.D. Characteristic patterns of dendritic remodeling in early-stage glaucoma: evidence from genetically identified retinal ganglion cell types. J. Neurosci. 2015, 35 (6): 2329-43. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.1419-14.2015

18. Нероев В.В., Зуева М.В., Цапенко И.В. и др. Ишемические аспекты патогенеза заболеваний сетчатки. Российский офтальмологический журнал; 2010; 3 (1): 42–9.

19. Cuenca N., Fernandez-Sanchez L., Campello L., et al. Cellular responses following retinal injuries and therapeutic approaches for neurodegenerative diseases. Prog. Ret. Eye Res. 2014; 43: 17–75. https://doi.org/10.1016/j.preteyeres.2014.07.001

20. Francardo V., Schmitz Y., Sulzer D., Cenci M.A. Neuroprotection and neurorestoration as experimental therapeutics for Parkinson's disease. Exp. Neurol. 2017; 298: 137–47. https://doi.org/10.1016/j.expneurol.2017.10.001

21. Bach M., Brigell M., Hawlina M., et al. ISCEV standard for clinical pattern electroretinography (PERG). Doc. Ophthalmol. 2013; 126: 1–7. doi.org/10.1007/s10633-012-9353-y

22. Frishman L., Sustar M., Kremers J., et al. ISCEV extended protocol for the photopic negative response (PhNR) of the full-field electroretinogram. Doc. Ophthalmol. 2018; 36 (3): 207–11. doi: 10.1007/s10633-018-9638-x

23. Котелин В.И., Кириллова М.О., Зуева М.В. и др. Фотопический негативный ответ для оценки функции внутренней сетчатки — требования к регистрации и сравнение в глазах с естественной шириной зрачка и в условиях медикаментозного мидриаза. Офтальмология. 2020; 17 (3): 398–406. https://doi.org/10.18008/1816-5095-2020-3-398-406

24. Зуева М.В., Журавлева А.Н., Боголепова А.Н. Дендритное ветвление ганглиозных клеток сетчатки как биомаркер глаукомной оптической нейропатии и болезни Альцгеймера и мишень нейропротекторной терапии. Офтальмология. 2021; 18 (2): 265–75. https://doi.org/10.18008/1816-5095-2021-2-266-275

25. Liu M., Duggan J., Salt T.E., Cordeiro M.F. Dendritic changes in visual pathways in glaucoma and other neurodegenerative conditions. Exp. Eye Res. 2011; 92: 244–50. doi: 10.1016/j.exer.2011.01.014

26. Wang H.-L., Xian X.-H., Song Q.-Y., et al. Age-related alterations of neuronal excitability and voltage-dependent Ca2+ current in a spontaneous mouse model of Alzheimer’s disease. Behav. Brain Res. 2017; 321: 209–13. doi: 10.1016/j.bbr.2017.01.009

27. Kim J., Hughes E.G., Shetty A.S., et al. Changes in the excitability of neocortical neurons in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are not specific to corticospinal neurons and are modulated by advancing disease. J. Neurosci. 2017; 37: 9037–53. doi: 10.1523/JNEUROSCI.0811-17.2017

28. Turrigiano G. Homeostatic synaptic plasticity: local and global mechanisms for stabilizing neuronal function. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2012; 4: a005736. doi: 10.1101/cshperspect.a005736

29. Orr B.O., Hauswirth A.G., Celona B., et al. Presynaptic homeostasis opposes disease progression in mouse models of ALS-like degeneration: evidence for homeostatic neuroprotection. Neuron. 2020; 107: 95.e6–111.e6. doi: 10.1016/j.neuron.2020.04.009

30. Van Hook M.J., Monaco C., Bierlein E.R., Smith J.C. Neuronal and synaptic plasticity in the visual thalamus in mouse models of glaucoma. Front. Cell. Neurosci. 2021; 14: 626056. doi: 10.3389/fncel.2020.626056

31. Gupta N., Ly T., Zhang Q., et al. Chronic ocular hypertension induces dendrite pathology in the lateral geniculate nucleus of the brain. Exp. Eye Res. 2007; 84: 176–84. doi: 10.1016/j.exer.2006.09.013